Biochemie 1 VL Hemberger Klausurfragen

Hämoglobin gibt im sauren vermehrt O₂ ab – die Sauerstoffbindungsfähigkeit sinkt demnach mit dem pH-Wert. CO₂ wirkt ähnlich – die Sauerstoff-Affinität von Hb sinkt mit steigender CO₂-Konzentration. Eine Erhöhung der CO₂-Konzentration führt zu einer Erniedrigung des pH-Wertes, und umgekehrt.

Der Bohr-Effekt begünstigt sowohl die O₂ Aufnahme in der Lunge, als auch die O₂-Abgabe im Gewebe: In der Lunge wird durch die Abgabe von CO₂ dessen Konzentration gesenkt und der pH erhöht. Dadurch nimmt die Sauerstoff-Affinität zu. In den Kapillaren von stoffwechselaktiven Geweben liegen dagegen höhere Konzentrationen an Protonen und an CO₂ vor. Unter diesen Bedingungen wird die Freisetzung von Sauerstoff aus Oxyhämoglobin gefördert.

Jedes Hämoglobinmolekül besitzt vier Hämgruppen (Porphyrinring mit Eisenatom), gebildet aus zwei alpha- und zwei weiteren UE. Jede dieser UE trägt ein sauerstoffbindendes Häm als prosthetische Gruppe. Vier der sechs Koordinationsstellen des zentralen Eisenions sind von den Stickstoffatomen  des Porphyrinrings besetzt. Die fünfte Koordinationsstelle ist vom Stickstoff eines Histidins der Proteinkette belegt, an die sechste wird der Sauerstoff reversibel gebunden.

Ein Abfall des pH-Wertes im Plasma von 7,4 auf 7,2? (2P)

Sinkt der pH-Wert durch ein vermehrtes Vorhandensein von H⁺, so ist die Affinität von O₂ zu Hb kleiner, d.h. O₂ wird abgegeben. Die Regulation der Affinität von Mb ist nicht möglich. (Bohr-Effekt)

In aktiven Gewebe: O₂-Verbrauch, produziert wird H⁺/CO₂ 

O₂-Überschuss im Lungengewebe  O₂ Beladung Hb

Ein Abfall des CO₂-Partialdruckes in den Lungen von 45mmHg (längeres Luftanhalten) auf 15mmHg (Normalzustand)? 

Durch den Abfall des CO₂-Partialdrucks wird die Affinität zu O₂ höher, da CO₂ aus dem Blut bzw. vom Hb abgegeben werden kann und somit O₂ aufgenommen. (???)

Ein Anstieg der Konz. an Bisphosphoglycerat von 5mM(Meereshöhe) auf 8mM (Gebirge)?

Bisphosphoglycerat bewirkt, dass Hb die Transportfunktion übernimmt. Ist BPG nicht vorhanden wirkt das Hb wie das Mb als O₂ –Speicher. Durch den Anstieg des BPG wird die Affinität von Hb zu O₂ geringer.

EC-Nomelklatur:     Hauptgruppe = Reaktionstyp

                Untergruppe = Substratart

                Nebengruppe = Akzeptor

                laufende Nummer                     jede Ziffer getrennt durch einen Punkt

Hauptklassen

Oxidoreduktasen  Redoxreaktion

Transferasen  Transferreaktion

Hydrolasen  Hydrolysereaktion (größte Gruppe)

Lyasen  Bindungen knüpfen (ohne Energieverbrauch)

Isomerasen  Isomerisierung

Ligasen  Knüpfung von Bindungen unter Energieverbauch

Enzymatische Katalysatoren können die Aktivierungsenergie herabsetzen. Ebenso sind die Bedingungen bei denen die Reaktion abläuft milder,  die Reaktionsgeschwindigkeit ist sehr viel schneller (Beschleunigung 10⁴⁸) und eine höhere Spzifität und dementsprechend weniger Nebenprodukte –es wird keine AS zerstört.

Die benötigte Energie um die Aktivierungsenergie herabzusetzen wird durch die Enzym-Substrat-WW (Enzym und Substrat sind über kovalente Bindung verbunden) geliefert. Der Übergangszustand ist im Enzym-Substrat-Komplex stabilisiert.

Durch die spezifische Bindung des Substrats am Enzym und der Umsetzung dort. Durch die Bindung sind die Edukte räumlich dicht beieinander und können so gut reagieren.

Enzyme arbeiten so schnell, dass teilweise die Diffusion der Geschwindigkeits-limitierende Faktor ist.

Enzyme setzen die Aktivierungsenergie herab, sodass diese schneller erreicht werden kann wodurch es zu einer schnelleren Umsetzung kommt.

Ein Enzym hat ein gewisses Temperaturoptimum, in dem es die maximale Arbeitsgeschwindigkeit erreicht.

Ist die Temperatur zu gering, kann die Umsetzung nur langsam erfolgen. Mit steigender Temperatur steigt zunächst die Umsetzungsrate (RGT-Regel).

Überschreitet die Temperatur das Optimum kommt es zu einem Abfall der Aktivität. Durch die steigende Temperatur wird das Enzym denaturiert und verliert seine Funktion.

Enzyme sind in der Lage durch die elektrostatische und sterische Bindung der Substrate im AZ den Übergangszustand zu stabilisieren. Dadurch wird die Aktivierungsenergie ΔG^# herabgesetzt. Moleküle können den ÜZ so leichter erreichen und umgesetzt werden. 

Kompetitive Hemmung: Der Inhibitor konkurriert mit dem Substrat um das aktive Zentrum, da sich Hemmstoff und Subsrat in ihrer chemischen Struktur ähneln. Unterschied ist, dass der Inhibitor vom Enzym nicht umgesetzt werden kann und die Enzymarbeit somit stoppt. Eine Erhöhung der Substratkonzentration verdrängt den Inhibitor.

Nicht-kompetitive Hemmung: Der Inhibitor lagert sich nicht an das aktive Zentrum an – er verändert die wichtigen Gruppen des Enzyms meist irreversibel, so dass eine Substratumsetzung nicht mehr möglich ist.

Allosterische Hemmung: Der Inhibitor bindet reversibel an das allosterische Zentrum (nicht das aktive) des Enzyms und verändert die Form des aktiven Zentrums so, dass das Substrat nicht mehr binden kann.  Durch eine Erhöhung der Konzentration kann der Inhibitor verdrängt werden.

Feedback Hemmung: Das Endprodukt dient als Inhibitor; es entsteht automatisch ein Regelkreis.

Die Allosterische Hemmung findet nur bei Enzymen mit mehreren Untereinheiten statt. 

Negativ: der allosterische Inhibitor bindet an UE und stabilisiert den T-Zustand – somit kann das Substrat schlechter gebunden werden.

Positiv: der allosterische Aktivator stabilisiert den R-Zustand – es kommt zu einer bessern Substratbindung

Induzierbare Enzyme:

Beim einem Bakteriumstamm entdeckten Jacob und Monod 1953, dass in Gegenwart der Aminosäure Tryptophan die Produktion der Enzyme, die zur Bildung von Tryptophan nötig waren, eingeschränkt wurde. Durch das Endprodukt der Genwirkkette werden Gene dieser Kette abgeschaltet, (d.h. die Produktion von Enzymen als Genprodukte).

Kompetitiv: Der Hemmstoff (Inhibitor) konkurriert mit dem Substrat um das aktive Zentrum, da sich Hemmstoff und Substrat in ihrer chemischen Struktur ähneln. Unterschied zum Substrat ist, dass der Inhibitor vom Enzym nicht umgesetzt werden kann und dadurch die Enzymarbeit stoppt. Jedoch bleibt das Enzym nur bei ausreichen hoher Hemmstoff-Konzentration gehemmt – nimmt die Konzentration des Substrats zu, kann wieder Substrat vom Enzym umgesetzt werden.

Kompetitive Inhibitoren haben keinen Einfluss auf die maximale Reaktionsgeschwindigkeit. Erhöht wird jedoch die Michaeliskonstante, da in Anwesenheit eines kompetitiven Inhibitors eine höhere Substratkonzentration notwendig ist, um die halbmaximale Umsetzung zu erreichen.

nicht kompetitiv: Es erfolgt keine Anlagerung des Inhibitors an das aktive Zentrum. Ein nichtkompetitiver Inhibitor verändert die für die katalytische Aktivität wichtige Gruppe des Enzymmoleküls. Diese Veränderungen sind häufig irreversibel. 

Bei einer nichtkompetitiven Hemmung wird die maximale Reaktionsgeschwindigkeit demnach herabgesetzt, jedoch bleibt die Michaeliskonstante unverändert.

Es handelt sich um die kompetitive Hemmung. Durch eine Steigerung der Konzentration des Substrats (Acetylcholin) wird die Hemmung des Enzyms (Acetylcholinesterase) durch DFP aufgehoben, da alle aktiven Zentren des Enzyms durch das Substrat besetzt sind, und DFP somit nicht binden kann.

Das neu entdeckte Protein wird sequenziert und die erhaltene Sequenz mit einer der Proteindatenbanken im Internet (z.B. UNIPROT) verglichen. Stimmt die ermittelte Sequenz mit der der Thiolprotease überein, dann ist das neu entdeckte Protein identifiziert. Wenn nicht handelt es sich um ein anderes Protein.

Je kleiner der k_m-Wert, desto höher ist die Affinität, d.h. in diesem Fall ist die Affinität zur Glucose um ca. ein 1000faches größer als die zur Fruktose. Erst wenn keine Glucose mehr da ist wird die Fruktose umgesetzt.

Ein Puffer besteht aus einer Säure /Base und der konjugierten Base/Säure. 

Er dient dazu den pH-Wert in einem bestimmten Bereich konstant zu halten, indem er H⁺ und OH^- Ionen abfängt, sodass sie keine Einwirkung auf den pH-Wert haben.

Die Pufferung hat ihre beste Wirkung bei pH = pK_s  1

Ist die Abweichung vom pK_s-Wert zu groß, können die H⁺ bzw. OH^- Ionen nicht mehr komplett abgefangen werden und die Pufferwirkung lässt nach.

Cystein und Methionin haben ein S-Atom in der Seitenkette.

Cystein ist durch seine Thiolgruppe (R = CH₂-SH) in der Lage eine Disulfidbrücke zu bilden. Durch die Oxidation der SH-Gruppen von 2 Cysteinmolekülen bilden diese eine kovalente Bindung aus, welche als Disulfidbrücke bezeichnet wird. 

Biotechnologisch:

Durch Mikroorganismen.

Einige Bakterien, z.B. Corynebakterium glutamikum, können AS (L-Glutamat oder L-Lysin) herstellen. Je nach Nahrungsquelle sind diese teilweise sogar in der Lage verschiedene AS herzustellen. Der Vorteil bei diesem Syntheseweg liegt darin, dass MO nur eines der beiden Isomere (D oder L) herstellen.

Synthetisch durch die Bucherer-Synthese.

 (Methanol + Schwefelwasserstoff + Propensäure + Blausäure  Methionin + …) 

Synthetische hergestellt wird Glutamat, welches mit 500000 t pro Jahr verbraucht wird.

Das Problem bei diesem Syntheseweg ist, dass z.T. sehr giftige Substanzen verwendet werden müssen und dass am Ende der Synthese ein Racemat der beiden Isomere vorliegt, welches dann zur weiteren Verwendung getrennt werden muss.

Synthetische AS werden vor allem als Geschmacksverstärker (Glutamat) und in der Tiermast (essentielle AS) benötigt.

Essentielle AS sind AS, die der Körper nicht selbst herstellen kann, die aber zur Synthese von Proteinen benötigt werden. Sie müssen mit der Nahrung aufgenommen werden.

Verhalten der AS im elektrischen Feld ist abhängig vom pI – Wert.

pI > pH     positive Ladung      Wanderung zur Kathode (-)

pI = pH     keine Ladung      keine Wanderung

pI < pH     negative Ladung     Wanderung zu Anode (+)

also:

Ala         keine Wanderung

Glu     Wanderung nach +

Thr     Wanderung nach -

Der isoelektrische Punkt ist der pH-Wert einer wässrigen Lösung, bei dem sich bei Ampholyten oder Zwitterionen die positive und negative Ladung gegenseitig ausgelichen – die Verbindung erscheit an diesem Punkt ungeladen. 

Die Löslichkeit einer AS in Wasser ist somit am P_i am geringsten, da Wasser ein polares LM ist, und somit nur polare Stoffe löst.

Jede AS, ausgenommen Gly, hat mindestens ein asymmetrisches C-Atom, nämlich das C_α, d.h. ein Chiralitätszentrum. Aus diesem Grund sind AS optisch aktiv.

amidartige Bindung zwischen der Carboxylgruppe einer AS und der Aminogruppe einer zweiten AS

Die Peptidbindung hat einen partiellen DB-Charakter und ist somit nicht frei drehbar (trans)

Trennung der AS auf Basis des Restes R.

Methoden: Papierchromatographie

Elektrophorese

Ionenaustauscherchromatographie

RP-HPTLC

quantitative Bestimmung mit:

IC mit Nachsäulenderivatisierung mit Ninhydrin

RP-HPLC mit Vorsäurensderivatisierung mit DNFB oder OPA

Elektrophorese:

Trennung von Ionen im elektrischen Feld

Ladung der AS ist pH-Abhängig  pH muss festgelegt werden

Auftragen der AS auf Papier  E-Feld anlegen  Wanderung der Kationen zu Kathode u der Anionen zur Anode

Trennung der AS nach dem isoelektrischen Punkt, 

Ionenaustausch:

2Möglichkeiten: Kationen EX, Anionen EX

Prinzip:

2 Phasensystem

Stationäre Phase  stellt Ladung z.B Kat. EX

Mobile Phase  pH Wert  Lösung für AS

RP-HPLC:

Annahme: 1 Lys pro Hb

3,2 %     =    128kD

100%    =    X kD

X = 4000 kD

100%    =    16000 kD

3,2%    =    X kD

X = 512 kD

Asp und Lys      Asp = negativ, Lys: positiv; Asp eluiert zuerst

Arg und Met     Arg = positiv; Met = S-haltig, polar; Met eluiert zuerst

Glu und Val     Glu = negativ; Val = unpolar; Glu eluiert zuerst

Die negativere AS eluiert zuerst, da die Gruppe des Ionenaustauscher ebenfalls negativ ist – gleiche Ladungen stoßen sich ab.