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Bakteriengenetik Neuhaus

Bacterial Genomics

Bacterial Genomics

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N. I.
Lernen
N. I.
Diese Lernkarten behandeln die Grundlagen der Bakteriengenetik auf Universitätsniveau. Sie konzentrieren sich auf die Struktur und Funktion von DNA, einschließlich der Replikation, Transkription und Translation, sowie auf Methoden wie ChiP-seq und RIBOseq. Die Karteikarten erklären auch die Unterschiede zwischen homologen, orthologen und paralogen Genen und gehen auf Genomreduktion und GC-Skew ein. Sie sind besonders nützlich für Studierende der Biologie, die sich mit molekularen Mechanismen und genetischen Analysen von Bakterien vertraut machen möchten.
Karten
9
Lernende
2
Sprache
Deutsch
Kategorie
Biologie
Stufe
Universität
Erstellt / Aktualisiert
20.02.2021 / 23.02.2021
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Lernkarten

Mit welchen Methoden kann eine funktionelle Analyse bakterielle Genome durchgeführt werden?

  • Saturation transposon mutagenesis to identify essential genes
  • Genome-wide promoter-reporter fusion libraries to identify in vivo expressed genes
  • Whole genome DNA microarrays or high throughput RNA sequencing
  • Pangenome of species or genera by sequencing strain collections
  • Proteome arrays/metabolome analysis by NMR
  • Phenotype microarrays to identify new gene functions
  • Genome comparisons to determine virulence properties and evolutionary traits

Was beschreibt der GC skew?

Der GC Skew beschreibt den Anteil der Guanin bzw. Cytosin Basen in einer bestimmten Region der DNA. In vielen Bakterien enthält der Leading Strand mehr Guanin und Thymin als stochastisch erwartet und der Lagging Strand dann entsprechend mehr Adenin und Cytosin.

Welche Gründe werden für den GC skew vermutet?

Es gibt zwei Hauptgründe:

  1. Die Asymmetrie des Replikationsprozesses
    • Durch die Assymmetrie bei der Replikation und Transkription
    • Deamination von Cytosin zu Thymin in codierenden Breichen, wobei bei den meisten Bakterien sich ein großteil der codierenden Bereiche auf dem Leading Strand befindet
  2. Der unterschiedliche selektive Druck zwischen Leading und Laggin Strand
    • In codierenden Genen wird ein G gegebüber einem C und ein T gegenüber einem A an der dritten Codon Position bevorzugt
    • Signalsequenzen sind häufiger auf dem Leading strand und enthalten viel G und T

Welcher Zusammenhang besteht zwischen Genanzahl (Regulatorgen‐Anzahl) und Genomgröße bei Bakterien?

Es besteht ein linearer Zusammenhang, d.h je größer das Genom desto mehr Gene existieren. Es gibt allerdings auch Ausnahmen wie M. leprae welches viele Pseudogene besitzt um das Immunsystem eines Wirts zu umgehen (Immunevasion).

Welche Gründe können Genomreduktion bei obligat intrazellulären Bakterien verursachen?

Nährstoffe im Übermaß

Gleichbleibenden Umfeld

Viele Endosymbionten

Keine Strukturierte Zellwand notwendig 

Definieren sie Homologe, Orthologe, Paraloge und non‐orthologous gene displacement.

Homolog: 2 Gene die von einem gemeinsamen Vorläufergen abstammem, z.B Cold-Shock Gene in E.coli

Otholog: 2 Gene aus zwei verschiedenen Spezies die aus einer gemeinsamen Vorläuferspezies stammen

Paralog: 2 Gene mit ähnlicher aber nicht gleicher Funktion

Nicht-ortholog: 2 Gene mit gleicher Funktion aber ganz anderem Protein, z.B Clock-Genes (innere Uhr) verwenden bei          unterschiedlichen Spezien andere Proteine aber alle haben die gleiche Funktion

Welches ist die zurzeit vorherrschende Methode zur Hochdurchsatzsequenzierung (next generation sequencing)? Wie funktioniert diese im Prinzip?

SOLEXA/Illumina:

Jede Base (A,C,G,T) wird mit einer bestimmten Farbe markiert. Bei der Sequnzierung baut nun eine Polymerase eine zum sequenzierenden Strand komplementäre Base ein. Die Farbmarkierung bewirkt, dass die Polymerase nicht weiterarbeiten kann. Nun kann ein Photo gemacht werden. Anschließend kann mit Hilfe von Fluor die Farbmarkiereung abgespalten werden und die Polymerase kann eine neue farbig markierte Base einbauen. Der Vorgang wiederholt sich bis die Polymerase am Ende des Stranges angelangt ist. Über die Reihenfolge der Farben auf den Photos kann die DNA sequenziert werden.

Wie funktioniert RIBOseq (= ribosomal footprinting)?

1. Zellextraktion

2. Homogenisierung z.B mechanisch

=> Zelldebris

3. Entfernung von der freien mRNA durch RNase, nur verbleib der mRNA in der Ribosomen

4. Trennung der Ribosomen vom Rest durch Zentrifugation (succrose gradient)

5. Isolation der Ribosomen und Freisetzung der RNA innerhalb

6. Sequenzierung der RNA "footprints"

Wie funktioniert ChiP‐seq?

1. Rekombinantes Protein wird mit Hilfe von Formaldehyd reversibel mit DNA quervernetzt

2. DNA wird mit Ultraschall fragmentiert

3. Hinzufügen von spezifischen Antikörpern die das Protein binden

4. Immunoprezipitaion zur Isolierung der DNA an die das Protein gebunden hat

5. Sequenzierung dieser DNA

=> Bestimmung von regulatorischen Genen oder Bindestellen von Trankriptionsfaktoren

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