Bioverfahrenstechnik

Thiamin ist ein Vitamin => bei hohen Temperaturen geht dieses Vitamin kaputt (bei hohen T wird der Unterschied zwischen spezifischen Absterberate der Vitamin und Zelle größer). 

Thiamin hat eine kleinere Aktivierungsenergie EA der thermischen Zerstörung (thermisch labil, da E_A der thermischen Zersötrung klein ist => geht bei Hitze schneller kaputt). Eine kleine E_A bedeutet, dass bei kleinen Temperaturen bereits das Vitamin viel zerstört wird. 

Die bakterielle Zelle besitzt eine große Aktivierungsenergie (thermisch stabil) im Gegensatz zu Vitaminen. Eine große E_A bedeutet, dass bei kleineren Temperaturen die Zerstörung der Zelle nicht so groß ist. 

Es ist deswegen besser bei hohen Temperaturen kurz zu sterilisieren, so dass die Zellen zerstört werden, aber auch möglichst wenig Vitamine zerstört werden. Hohe Temperaturen erzielt man, damit pro Zeit möglichst viele Zellen zerstört werden. 

Formel auch kennen! (Arrhenius-Gleichung)

1. Aufheizen: Von 0 bis t1 wird auf die gewünschte Temperatur aufgeheizt. 
2. Halten: Von t1 bis t2 wird Temperatur konstant gehalten.
3. Abkühlen: Von t2 bis t3 ird die Temperatur verringert. 

(k*t)^total... Sterilisationskriterium 

=> k ist Temperatur abhängig und stoffspezifisch!

Bei Großmaßstab gibt`s das Problem, dass man mehr Zellen abtöten muss, um die Sterilisationskriterium zu erfüllen. 

Wie die Grafik zeigt, ist dies gleichbedeutend mit einer größeren Sterilisationszeit. Eine längere thermische Behandlung bedeutet auch, dass möglicherweise mehr thermisch labile Werkstoffe wie Vitamine zerstört werden. 

Im Reaktor (Großmaßstab) geht mehr Produkt verloren, weil die Sterilisation länger dauert. 

Im Großmaßstab werden zuerst die Stahlwände der Apparate mit heißem Wasserdampf erhitzt. Das Medium wird anschlißend über eine kontunierliche Sterilisationsstrecke zugegeben. 

1. Im ersten Wärmetauscher, welche die thermische Energie übertägt, findet Wärmerückgewinnung statt. Das schon erhitzte sterilisierte Medium gibt über den 1. Wärmetauscher Wärme an das noch kalte unsteriliserte Medium. 
2. Haltestrecke: Nach Erhitzen wird die Temperatur konstant gehalten. 
3. Die Abkühlphae findet an einem Kühlwasser statt => Wärme wird abgeführt. 

Um sich den ideal durchströmten Strömungsrohr anzunähern, wählt man eine hohe Leerrohrgeschwindigkeit u (=> dadurch haben Teilchen weniger Zeit sich im Raum zu verteilen, deswegen strömen alle mit gleicher Geschw. durch Rohr). Dadurch weiß man, dass alle Teilchen im Fluid der selben thermischen Inaktivierung ausgesetzt sind => Bo-Zahl maximieen. 

Dadurch wird gleichzeitig Da-Zahl klein, weil die Teilchen weniger Zei in der Haltestrecke verbringen und somit die thermische Inaktivierung sinkt. Um den entgegenzuwirken wählt man eine möglichst große Temperatur => Da-Zahl wird maximiert (da Da-Zahl von T abhängt). 

• Oberflächenfilter: Filtermedium wird durch poröses Material transportiert, durch das die Keime nicht passen. 

=> Keime lagern sich am Filter ab. 

Der Oberflächenfilter wird durch Änderung der Flussrichtung regeneriert. Der Filterkuchen wird weggedrückt und der Filter wieder freigelegt. 

• Tiefenfilter: Partikeln werden zur Faseroberfläche transportiert und haften an Fasern des Filters. 

Porendurchmesser des Tiefenfilters ist viel größer als die Partikelgröße, die Keime bleiben aber durch adhesive Kräfte an den Filter. 

Transportmechanismen: 

- Trägheit => Teilchen kann nicht Fluidbahn folgen und fällt auf Faseroberfläche

- Sperreffekt => Teilchen kommt der Faser so nahe, dass es hängen bleibt

- Elektrostatik => Anziehung des Teilchens

Formel: \(\frac{dc_{N}}{dL}= -(\frac{2,3}{L_{90}}) \cdot L\)

mit L₉₀...Länge des Tiefenfilters, bei der 90% der zugeführten Partikel abgeschieden werden. 

1. Der Sterilfilter wird mit Ethanol benetzt.
2. Infolge der Kapillarkräfte wird Ethanol in die Pore gesaugt und benetzt das Poreninnere. 
3. Die Poren sind nun mit Alkohol gefüllt. 
4. Es wird der Druck erhöht. Entsprechend diffundieren die Moleküle durch Ethanol.
5. Man misst wie durch Diffusion der Druck abfällt. 

Eine zu große Diffusion => zu großer Druckabfall bedeutet, dass der Filter beschädigt ist. 

1. Der Sterilfilter wird mit Ethanol benetzt.
2. Infolge der Kapillarkräfte wird Ethanol in die Pore gesaugt und benetzt das Poreninnere. 
3. Die Poren sind nun mit Alkohol gefüllt. 
4. Der Druck wird langsam erhöht bis die erste Pore freigeblasen wurde.
5. Messung des Maximaldrucks, bevor die ‚erste Pore‘ freigeblasen wird. 

Oberflächenspannung und Benetzungswinkel von Ethanol ist bekannt. 

Wenn die Kapillarkräfte schwächer werden, wird die Pore bei kleinerem Druck freigeblasen, schließlich sind die Adhäsionskräfte kleiner => Porengröße wurde vergrößert durch die thermische Behandlung. 

1. Zellsuspension wird über Ringspalt in Seperator gegeben (Zellsuspension in den Trennraum)
2. Im Trennraum: Feststoffe nach außen gedrückt, Flüssigkeit nach innen
3. "Düssenseperator": Feststoff wird über Düsen nach außen abgegeben. 

In der Zentrifuge sind Trennteller vorhanden, um die Haftbedingung auszunutzen. Sie verbessern die Trennung, indem sie durch die Haftbedingung die Strömungsgeschwindigkeit verringern. 

Durchsatz:= Menge des Volumens pro Zeit, das abgetrennt wird. 

Formel merken!

1. Über eine Pumpe gelangt die Flüssigkeit zum Zersäuber, der die Flüssigkeit in kleine Tröpfchen zerteilt. 
2. Die kleinen Flüssigkeitstropfen werden mit einer heißen Gasphase in Kontakt gebracht (=> Wasser verdampft in Trockenraum). 
3. Der Aufenthalt im Trockenraum ist nur sehr kurz, um die thermisch labilen Produkte nicht zu zerstören. 
4. Der Feststoff wird im Fliehkraftabscneider abgeschnieden und man erhält das Protein als Pulver. 

1. Größenausschlusschromatographie: Größere Moleküle eluieren zuerst (Stationäre Phase hat Poren). 
2. Ionenaustauschchrromatographie: Trennung aufgrund der Ladung => Säule ist entweder negativ oder positiv geladen. Eluition der Probe durch Erhöhung der Salzkonzentration. 
3. Hydrophobe Chromatographie: Trennung aufgrund der Hydrophobizität des Proteins => Säule ist hydrophob. 
4. Affinitätschromatographie: Protein hat einen spezifischen Tag, durch die es die Säule bindet. Kompetitive Eluition des Proteins durch anderes Molekül mit Tag. 
5. Fließbettchromatograhpie: Trennung durch Partikelkügelchen. 

Bei gegebenem Druck und freigesetzten Enzymmenge (C) kann man die k*P^a berechnen, um an die Passagenanzahl zu kommen. 

z.B. bei N = 1 gilt k*P^a= ln\(\frac{Cm}{Cm - C}\)

wobei Cm = 1 oder 100%

dann muss man nur einfach einsetzen um die N herauszufinden, um eine z.B. 90% freigesetzte Enzymmenge zu bekommen. 

z.B. Wie hoch ist die Gesamtausbeute aus 6 Verfahrensschritten unter die Annahme, dass die Aubeute von drei Schritten jeweils 95%  und den anderen Schritten jeweils 80% ist?  

=> 0,95³ * 0,80³ = 0,439 => 43,9% 

Dabei wird die Lichtstreuung gemessen um die Biomassekonzentration festzustellen. Desto mehr Teilchen in der Lösung, desto mehr wird das Licht gestreuut, da das Licht auf mehr verschiedene Teilchen trifft. 

Messarten: 

• Streuung/Transmission entlang der Einstrahlrichtung
• Messung der Streuung im 90˚Winkel zur Einstrahlrichtung
• Messung der Streuung im 180˚Winkel zur Einstrahlrichtung 

Das Sensorsignal ist nur für geringe Zellkonzentrationen linear, es kommt bei höheren Konzentrationen zu Abweichung der Linearität. 

• Die Trübungsmessung besitzt nur einen bestimmten Messbereich, in der das Signal linear mit der Biomassenkonzentration zunimmt. Übersteigt die Biomassenkonzentration diesen Bereich, so kann das Lambert-Beersche Gesetz nicht mehr angewendet werden. Aus diesem Grund versucht man durch Messung verschiedener Streuungsarten (Transmission, 90° Streuung, 180° Streuung) einen möglichst großen Bereich abzudecken, in welchem das Signal noch linear mit zunehmender Biomassenkonzentration ansteigt und nutzt Messungen bei verschiedenen Wellenlängen.
• Sensorik wird von Zellen bewachsen => dies führt zum Ausbleiben des Messsignals (keine Streuung detektierbar!). Um zu verhindern, dass man in diesem Fall kein Messsignal detektiert, stellt man mehrere Sensoren bereit, um sich darauf vorzubereiten, dass ein Sensor ausfallen könnte, weil er bewachsen wird.
• Um den Gasblasen entgegenzuwirken, werden die Streuungssignale der Gasblasen vom Computer herausgerechnet.

Off-Line Analytik:= manuelle Probennahme und nachfolgende Analyse im Labor

On-Line Analytik : dabei wird automatisiert, direkt während dem Prozess analysiert und ein Ergebnis bekommen. 

• in situ: Sensor taucht in Bioreaktor ein und misst direkt die Daten und verarbeitet sie automatisch zu einem Ergebnis
• at-line: ist also, dass automatisch die Probe zur Sensorik geleitet wird => automatische Messung/Verarbeitung des Signals. Es wird genutzt, wenn z.B. wenn die Sensorik durch Dampfsterilisierung kaputt gehen würde. 

At-line Prozesstechnik:= Dabei wird die Probe automatisch zur Sensorik geleitet, Danach wird das Signal automatisch gemessen und verarbeitet. 

• Für die wesentlichen Prozessgrößen – Substrat- und Produktkonzentrationen – existieren bisher keine (dampf- sterilisierbaren) Messsonden. Deswegen wird at-line benötigt. 

• Es ist repräsentativ (Entnahme an geeigneter Stelle). 

• Abtrennung der Zellen (Mikrofiltration, Dialyse)

• automatisierte Probenaufbereitung (FIA; Verdünnung, Zugabe von Reagenzien)

• variable Verdünnung => unt. Signalintensitäten

• Analyse des gelösten Analyten

Die at-line Analytik benötigt eine komplett automatisirte Messung und Analytik. Ein Analysetool (Probenaufbereitung) ist dabei die Fließinjektionsanalyse (FIA) mit Biosensoren.

Dabei werden die folgende Sonden eingesetzt: zur Zellabtrennung

• Dialysesonde
• Filtrationssonde (Entnahme durch Querstrom-Mikro-Filtration)

• Die Analyten kann man feststellen weil er die Lichtemission auslöscht => kein Signal detektierbar. 
• Löschende Substanz z.B. O2
• Ohne Löschende Substanz wird Licht wie unten dargestellt emittiert. 

=> Injektion einer flüssigen Probe in einen bewegten, nichtsegmentierten Trägerstrom. Die injizierte Probe wird zum Detektor (Sensor) transportiert und dort analysiert. Aufgrund der Dispersion beim Transport wird ein Peak gemessen (Peakfläche, Peakhöhe, ...).

1. Probe wird auf ein Injektionsventil geladen.
2. Trägerstrom und Probe werden durch Umschalten in der Reaktionsstrecke miteinander gemischt. 
3. In der Reaktionsstrecke vermischen sich Analyt und Reagenz. 
4. An dem Detektor findet eine Reaktion statt. 

=> ist eine Methode, bei der sowohl Reagenz als auch Probe durch Öffnung von Injektionsventilen vermischt werden. 

Am Mischpunkt vermischen sich beide und findet eine Reaktion zur Detektion statt. Da man ganz kurz Reagenz zuführt, verbraucht man weniger Substrat. 

Eine Methode um Verdünnungsreihe zu erstellen ist zone sampling. 

Mischungszelle wird mit Probe beladen => es fließt Trägerstrom in die Mischungszelle und der Analyt wird immer weiter verdünnt. In regelmäßigen Zeitintervalln wird in die Reaktionsstrecke injiziert. Dadurch vermisst man die Probe bei zunehmenden Verdünnungen und erhält andere Signalintensitäten. 

Qualität der Messergebnisse:

• totzeitbehaftet (min)

Im Gegensatz zu in situ Analytik wird die Probe nicht sofort vermessen, d.h. es gibt eine Zeit zw. Entnahme und Messung.

• diskret (Abtastzeit: min – h)

Es wird nur in bestimmten Abständen Probe entnommen, sodass man nicht kontunierlich Messwerte bekommt. 

• stochastisch fehlende Messungen (automatische Kalibrierung)

Das Gerät erkennt automatisch, wann es sich neu kalibrieren muss, d.h. sich so einstellen muss, dass die Messwerte wieder korrekt sind. 

Die Aufgaben der Industriellen Biotechnologie (IBT) sind es Mikroorganismen und Enzyme für die industrielle Stoffproduktion zu gestalten. Zusätzlich dazu beschäftigt sich die IBT mit der Erzielung von Stoffänderungen, auf einem technisch machbaren, wirtschaftlichen und industriell auswertbaren Weg, unter dem Einsatz von biologischen Komponennten (Bioverfahrenstechnik). Dabei werden insgesamt Techniken wie Enzyme Engineering, Metabolic Engineering, Bioprocess Engineering, Bioseperation Engineering verwendet.