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V404A

Grundlagen der Mikrobiologie

Grundlagen der Mikrobiologie

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L. D.
Étudier
L. D.
Diese Lernkarten decken grundlegende und fortgeschrittene Konzepte der Genetik und Molekularbiologie auf Universitätsniveau ab. Sie behandeln Themen wie Genstruktur, DNA-Sequenzierung, Genexpression und -regulation, einschließlich der Rolle von Phagen, Operons und Mutationen. Die Karteikarten erklären auch Techniken wie PCR, RT-PCR, CRISPR-CAS-Systeme und verschiedene Sequenzierungstechnologien. Sie sind besonders nützlich für Studierende und Forscher, die ihr Verständnis der molekularen Mechanismen und genetischen Techniken vertiefen möchten.
Cartes-fiches
109
Utilisateurs
5
Langue
Allemand
Catégorie
Biologie
Niveau
Université
Créé / Mis à jour
21.04.2021 / 24.01.2026
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Cartes-fiches

Hyphe

  • Wachstumsform bei Pilzen
  • langes Filament

Hefe

  • Wachstumsform bei Pilzen
  • Einzellige, vegetative Wachstumsform, keine Sporen
  • Vermehrung durch Sprossung oder Spaltung
  • Vorwiegend bei Asco- oder Basidomyceten

Natürliches Vorkommen von S. cerevisiae

  • in Assoziation mit Pflanzen (Blätter, Blüten und Früchte = Zuckerquelle)
  • im Boden
  • in Salzwasser
  • im Darm von Warmblütern

Anthropogenes Vorkommen von S. cerevisiae

  • beim Brot backen
  • in Bier
  • in Bioethanol

Besonderheiten von S. cerevisiae

  • vergärt Zucker zu CO2 und Ethanol unter anaeroben Bedingungen
  • Saccharomyces = der Saccharose-Spalter
  • Toleriert ein breites Spektrum verschiedener Umweltbedingungen
    • Wachstum bei 12 – 40 °C und pH von 2.8 – 8.0
    • Verträgt bis 20 % Ethanol und 3 M Zucker
    • Überlebt Trocknung und Temperatur von 0 bis 55 °C

Shmoo

Hefezellen sind miteinander fusioniert und bestimmte molekulare Prozesse laufen ab

Pheromon induzierte Konjugation

  • positive Rückkopplung
  • a-Zelle produziert a-Pheromon
  • a-Pheromon-Rezeptor der α-Zelle erkennt das -> Signaltransduktion entsteht
  • Gene für die Paarung werden transkribiert
  • Auch wird mehr α-Pheromon produziert -> wird von der a-Zelle erkannt
  • Zellen wachsen aufeinander zu, wo das meiste Pheromon herkommt

Signalweg für die Pheromon induzierte Zellpaarung

  • Signalerkennung: Rezeptor und Heterotrimeres G-Protein
  • Signaltransduktion: Rho-Protein, Kinase-Kaskade
  • Shmooing: Formin 
  • Zellzyklus-Stop: Kinase phosphoryliert den Zellzyklus-Inhbitor, Zellzyklus-Inhibitor reguliert die Cyclin-abhängige (G1-Cyclin) Proteinkinase
  • Zell-Zell-Kontakt, Zellfusion, Kernfusion: Transkriptionsfaktor wird phosphoryliert: wandert in den Kern und aktiviert Genexpression

Phänotypenwechsel

  • Mutter kann Paarungstyp wechseln: α wird zu a, oder anders herum
  • Stille Kopien vom α- und vom a-Typ
  • HO-Endonuklease führt einen Dopplstrang-Bruch an dem Transkriptionsfaktor durch

mRNA-Transport und Paarungstypwechsel in S. cerevisiae

  • Transkriptionsfaktor Ash1p reprimiert HO-Expression in Tochterzellen: Repression der Tochter = Wechsel nur in der Mutter
  • RNA-Transportmechanismus entlang des Aktin-Zytoskeletts zur Tochter
    • Akkumuliert am Pol der Tochterzelle und wird translatiert
    • Ash1p sieht den Tochterzellkern als ersten Zellkern
  • Mutante: bei beiden Zellen wird der Paarungswechsel unterdrückt

Homothallische Laborstämme

  • Wildtyp
  • Funktionelle HO-Endonuklease
  • Häufiger Paarungstypwechsel
  • Fast nur diploide Zellen (MATa/MATα)

Heterothallische Laborstämme

  • Keine HO-Endonuklease (Gen inaktiviert)
  • Kein Paarungstypwechsel
  • Stabile haploide Stämme, entweder MATa oder MATα-Paarungstyp

Steckbrief des Genoms von S. cerevisiae

  • Heutiges Genom entstand durch eine Genomverdopplung
  • Viele nahe verwandte Gene (ca. 450), oft unterschiedlich reguliert
  • Bei ca. 1/3 der Gene ist eine Funktion bekannt
  • Bei ca. 1/3 der Gene wird eine Funktion vermutet
  • Bei ca. 1/3 der Gene ist keine Funktion bekannt
  • Gene liegen eng beieinander: Abstände zwischen 200 und 1000 bp

Genetischer Screen = Erzeugung von Mutanten

  • Mutagenese durch: chemische Agenzien (z.B. EMS -> GC wird zu AT), UV, Transposons
  • Ziel
    • Jede Mutante ist nur an einem Genort verändert worden
    • Jeder Genort ist mindestens einmal verändert worden

Komplementationsanalyse

  • Funktioniert nur, wenn die Mutation rezessiv ist
  • Kreuzung von isolierten Mutanten: MATa trp x (haploid) mit MATα trp y (haploid)
  • Wachstumstest von MATa/MATα, trp x/trp y (diploid) auf Medium ohne Trp
    • Falls Wachstum möglich: TRPX ≠ TRPY (unterschiedliche Komplementationsgruppe)
      • Keine Komplementation möglich
    • Falls kein Wachstum: TRPX = TRPY (gleiche Komplementationsgruppe = Gen)

Verlust der Heterozygotie durch mitotische Rekombination

  • Weit weg vom Centromer = mehr Crossover möglich
    • Je mehr Zellen z.B. rot werden (bei ade2), desto weiter ist der Marker vom Centromer entfernt
    • Bei zwei Markern (z.B. ura3 und ade2): je häufiger Uracil auftritt, desto weiter ist es vom Centromer entfernt

S. cerevisiae als Modell

  • Schnelles Wachstum: Verdopplung in 90 min möglich
  • Mikroorganismus: Anzucht auf einfachen und (relativ billigen) Wachstumsmedien (Nährböden und Flüssigkultur)
  • Mutanten sind einfach isolierbar (ungerichtete = EMS- oder UV Mutagenese und gerichtete = Deletion Mutagenese)
  • Stabile haploide und diploide Stämme: klassische Kreuzungsexperimente
  • Effiziente homologe Rekombination: Gendeletion und -insertion, Genaustausch (praktische jedes Basenpaar gezielt austauschbar)
  • Vielzahl an Plasmiden verfügbar, konditionelle Genexpression, Überexpression, Genfusionen (Epitope, GFP), 2-Hybrid
  • Umfangreiche Bioinformatik und Datenbanken

Regulation des Metabolismus

  • Kontrolle der Enzymaktivität
  • Translationskontrolle: KEINE Synthese des Enzyms
  • Transkriptionskontrolle: KEINE Synthese der mRNA

Zentrales Enzym: DNA-abhängige RNA-Polymerase

  • Kernenzym: 5 UE, Mg2+ Cofaktor
  • Holoenzym: Kernenzym plus Initiationsfaktor (Sigma-Faktor), vermittelt Promotorspezifität (genaue Bindung am Promotor)
  • UP-Element: potentielle Bindestelle für stärkere Interaktion (upstream element)

Intrinsische Termination (Rho-unabhängig)

  • 2 palindromische Sequenzen in der DNA 
  • Transkript kann zu einer Haarnadelschleife gefaltet werden -> GC-reich, PolyU-Bereich (schwache Bindung)
  • Destabilisierende DNA-Elemente in der 3’UTR der mRNA vermitteln Termination

 Termination (Rho-abhängig) 

  • Hexameres Rho-Protein bindet Transkript -> Rut-Motive
  • Helikase-Aktivität trennt DNA/RNA Hybrid an einer C-reichen Erkennungssequenz
  • Sehr energieaufwendig

Das trp-Operon

  • 5 Gene (trpEDCBA)
  • kein trp vorhanden = Repressor inaktiv = Operon ausgeschaltet
  • trp vorhanden = Repressor aktiv = Operon angeschaltet

Elemente des lac-Operons

  • 3 Gene (lacZYA)
  • keine Laktose = Repressor aktiv = Operon abgeschaltet
  • Laktose vorhanden = Repressor inaktiv = Operon an

Katabolitrepression und lac-Operon

  • Anpassung an die Kohlenstoffquelle
  • Das Regulatorprotein Kataboliten-Aktivator-Protein (CAP) wirkt als transkriptioneller Aktivator
    • Wenn die Glukose im Medium knapp wird, reichert sich zyklisches Adenosinmonophosphat (cAMP) in der Zelle an
    • CAP bindet cAMP und nimmt seine aktive Konformation ein
  • CAP-Bindestelle in der DNA -> interagiert mit der α-UE = stärkere Bindung

Katabolitrepression und lac-Operon: Laktose als C-Quelle

  • Repressor inaktiv
  • CAP aktiv, da keine Glukose vorhanden
  • Starke Transkription des lac-Operons

Katabolitrepression und lac-Operon: Laktose und Glukose als C-Quelle

  • Repressor inaktiv
  • Inaktives CAP
  • Wenig aktives lac-Operon (Basalexpression)

Lac-Operon = negative und positive Regulation

  • Glukose und Laktose: basale Transkription
  • Nur Glukose: keine Transkription
  • Nur Laktose: aktivierte Transkription

Regulation des ara-Operons

  • 3 Gene (araBAD)
  • AraC: Aktivator der araBAD-Expression -> Apo-Aktivator
    • Keine Arabinose = Dimerbildung und DNA-Schleife
    • Arabinose vorhanden = Konformationsänderung -> kann die Bindung der Polymerase verstärken
  • AraC hemmt die eigene Synthese, wenn keine Arabinose vorhanden ist
  • positive Regulation durch CAP

Zwei-Komponenten System

  • 2 Proteine
    • Sensorkinase, die Signale aus der Umwelt aufnimmt
      • 2 Domänen: Sensordomäne und Kinasedomäne
    • Antwortregulator, der Repressor oder Aktivator ist
  • Autophosphorylierung bei Signalweiterleitung

Phosphodelay

  • zwischen Sensorkinase und Antwortregulator liegen noch ein Connector und ein Phosphodonor

Chemotaxis

  • Auswirkung nicht auf transkriptioneller Ebene, sondern auf die Bewegung der Zelle
  • Sensor = Transduktor (MCP = methyl-accepting chemotaxis protein)
  • CheA: Sensorkinase
  • CheY und CheB: Antwortregulatoren
    • CheY: steuert die Bewegung des Geißel-Motors
    • CheB: steuert die Desensibilisierung, damit Zelle nicht hyperaktiv wird -> spaltet die Methylgruppen ab
  • CheZ: Phosphatase
  • CheR: methyliert ständig den Transduktor

Quorum Sensing

  • Geschieht über Autoinducer -> z.B Acylhomoserinlacton (AHL)
    • Können frei in die Zelle hinein und heraus diffundieren
  • Zellen von der gleichen Spezies in der Nähe = Autoinducer stark angereichert -> Bindung von Aktivatorproteinen = transkriptionelle Veränderung

Biolumineszenz und Quorum sensing in Vibrio fisheri

  • Wichtige Enzyme: Luciferasen 
  • Cofaktoren: Aldehyd und FMNH2
  • 2 Hilfsenzyme: Fettsäure-Reduktase (stellt Aldehyd bereit), Flavin-Oxireduktase (stellt FMNH2 bereit)

Grundkonzept LuxI-LuxR-Typ Quorum Sensing System

  • LuxI und LuxR als Regulatoren
  • LuxR ist unabhängig vom Operon
  • LuxI = AI(Autoinducer)-Synthase = Messlatte für Populationsdichte
    • Basal aktiv 
  • LuxR = Aktivator
    • Trifft auf AI und wird aktiv -> setzt sich vor Operon und sorgt für eine starke Transkription

Mutante

genetische Veränderung im Genom, andere Genotyp und evtl. Phänotyp

Wildtypstamm

aus der Natur isolierter Stamm

2 Methoden, um mit Mutanten zu arbeiten

  • Antibiotika-Resistenz = Selektion 
    • Zellen wachsen im Hemmhof 
  • Pigmente = Durchmustern, Screening
    • Andere Farbe = Mutante

Mutation

Veränderung in der Basenabfolge 

Punktmutationen

  • Missense-Mutation = fehlerhaftes Protein
  • Nonsense-Mutation = unfertiges Protein -> Stopp-Codon
  • Silent-Mutation = normales Protein

Rastermutation

  • frame shift
  • Insertion = Einfügen einer Base
  • Deletion = Wegnehmen einer Base

Étudier